MICROBIOLOGIE AQUATIQUE MICROBEX

MICROBEX est structuré en 3 plateaux techniques qui permettent de couvrir l’ensemble des besoins en microbiologie environnementale aquatique : la culture, l’observation, le dénombrement, la mesure du fonctionnement et de la dynamique des micro-organismes aquatiques.

Localisation : 
MARBEC
Description

-Le plateau Culture et Expérimentation rassemble les outils nécessaires à l’isolement, la mise en culture ou élevage, et à l’étude des processus écophysiologiques des micro-organismes issus d’échantillons de l’environnement ou de collections, ceci afin de caractériser leurs fonctionnements dans les écosystèmes.

-Le plateau Microscopie-Imagerie rassemble les moyens de préparation et d’observation d’échantillons de microorganismes de 0,02 µm (ex : virus) à 6,4 cm (ex : larve de poisson par exemple). Il dispose d’un espace dédié à la préparation et au stockage d’échantillons fixés en vue d’observations microscopiques ou macroscopiques, ainsi que des espaces (clair et sombre) pour une analyse optimale des échantillons. Les micro-organismes observés peuvent être triés, comptés, mesurés, identifiés et leurs images numérisées avec une possibilité de reconstitution 3D ou mosaïque.

-Le plateau de Cytométrie en Flux  permet, de dénombrer, de trier et de caractériser physiologiquement les cellules individuelles (30 nm à 20 µm) à haute fréquence (jusqu’à 50.000 cellules/s), en fonction de leur taille-structure-fluorescence (naturelle et/ou induite) en réponse à une stimulation lumineuse (laser à 405-488-633 nm).

Equipements

> Culture et Expérimentation :

Le plateau propose différents espaces identifiés et équipements dédiés selon les activités et/ou spécificités des microorganismes étudiés répondant au mieux à chaque protocole:

  • des zones humides de retour de terrain (postes de filtration, postes de tri et manipulations d’échantillons d’origines diverses)
  • des espaces dédiés à la préparation de milieux de culture (zone de pesée avec balances de précision, préparateur de milieux et distributeur en boîte de Pétri Intégra, agitateurs chauffant, sonicateurs, pH mètre, micro-onde, bain-marie, armoire réfrigérée et réfrigérateurs de stockage des nutriments et milieux stériles prêts à l’emploi, des services communs en appui au plateau tels qu’une laverie, un autoclave horizontal « double porte » grand volume, filtration d’eau de mer, service d’eau distillée et MilliQ)
  • des espaces de culture en bactériologie de type P2 des bactéries environnementales pathogènes (ou non), du phytoplancton et plus spécifiquement des microalgues toxiques, et élevage du zooplancton. Equipements : hottes à flux laminaire (PSM) pour le travail en environnement stérile, trois étuves bactériologiques (+ 20 / + 50 °C), cinq incubateurs thermostatés (- 10 / + 60 °C), avec contrôle de l’humidité et de l’éclairage (cycle, intensité), une salle climatisée à 20°C avec système de régulation de lumière (env. 6 m2), un spectrofluorimètre microplaque FLUO-STAR, quatre microscopes inversés pour le contrôle des cultures (objectifs avec grande profondeur de champs) dont un équipé d’un appareil photo, deux loupes binoculaires, équipements de stockage d’échantillons d’accueil (congélateurs, -80°C).
  • des espaces offrant des possibilités d’expérimentation en microcosmes et aquariums avec maintien des organismes en conditions contrôlées. Equipements : 24 Aquariums de 30 L équipés de bullage, pompes, et thermoplongeurs de chauffage.

Microscopie-Imagerie :

  •  Un FlowCam VS-IV équipé de 3 objectifs 4X, 10X et 20X, d’une caméra couleur et d’un laser de longueur d’onde d’excitation de 532 nm pour 2 ondes d’émissions (575 nm ± 15 nm et > 650 nm)
  • 4 microscopes à épifluorescence:

IX70 (Olympus), inversé, manuel, contraste interférentiel, filtres WB ( 490nm) WG (530 nm)  UV (345nm) + caméra couleur DFC450C, CCD + poste de travail

BX60 (Olympus), droit,  manuel, phase, WB (490 nm) , UV (345nm), ChlA + caméra couleur JENOPTIK Progress C3  refroidie + poste de travail

AX70 (Olympus), droit, semi automatisé, filtres WB (490nm), WG (530nm) et UV (345 nm) + caméra monochrome JENOPTIK Progress MF cool refroidie + poste de travail

DM6 (Leica), droit, automatisé, DIC, filtres DAPI (345nm), GFP, RODAMINE, Cy5, platine XYZ + 2 caméras (1 couleur DMC 2900  CMOS et 1 monochrome DFC9000 GT CMOS) + poste de travail

  • 3 Microscopes à champ clair:

AX10 axio imager (Zeiss), droit, manuel, contraste de phase + camera couleur SONY + poste de travail

CK40 (Olympus), inversé, manuel contraste de phase

DM750 (Leica), droit, manuel, type TP + caméra digitale 1CC750W intégrée

  • 2 loupes binoculaires:

SZX-7 (Olympus) , grossissement x20, + adaptateur appareil photos

STEMI 305 (Zeiss), type TP + caméra Axiocam ERc 5s

  • 1 Macroscope Z16 Apo (Leica), grossissement x1 à x620, caméra (Leica axiocam 305 couleur) + poste de travail.
  • 1 Analyseur d’images (LEICA) LAS X premium + module navigator

Cytométrie en Flux

  • Facs Calibur BD :1 laser  488 nm, 4 PMT (SSC-B530-B576-B670), 1 diode FSC
  • -Cytoflex Beckman : 2 lasers 488-633 nm, 8 détecteurs photodiode à avalanche (SSC-FSC-B525-B585-B690-B780-R660-R780)
  • Trieur Facs Aria I BD : 3 lasers 405-488-633 nm-12 PMT (B530-B576-B610-B675-B780-R660-R730-R780-V450-V530-SSC-FSC) -4 voies de tri.
Fonctionnement
  • Culture et expérimentation :

Prendre contact auprès de Claire Carré, référente du plateau Culture et expérimentation afin d’évaluer les besoins et leur faisabilité, et planifier au mieux les réservations de chaque espace. Il est possible d’envisager des utilisations du plateau ponctuelles, sur du court voir moyen terme (6 mois maximum). Dans ce dernier cas, prévoir de s’organiser dès la rédaction des projets pour connaitre les disponibilités du plateau. Un accueil sera ensuite effectué sur le plateau avec description des bonnes pratiques liées à celui-ci (prévoir un RDV au moins 15 jours à l’avance). Par ailleurs, un accompagnement dans la mise en place des manipulations et expérimentations peut être effectué selon les disponibilités de la référente.

  • Microscopie-Imagerie :

Prendre contact auprès de Cécile Roques, référente du plateau Microscopie-Imagerie. Dans un premier temps, une étude de faisabilité du projet (technique et disponibilité) sera effectuée avec le porteur de projet. Il est possible de réaliser des tests méthodologiques avant d’établir un devis d’utilisation du plateau Microscopie-Imagerie (UM). L’inscription sur les plannings papier devra se faire en concertation avec la responsable, à minima 15 jours avant le début de l’utilisation du plateau.

  • Cytométrie en Flux :

Prendre contact auprès de Patrice Got, référent du plateau cytométrie en flux pour évaluer les besoins, la faisabilité et le type de machine à utiliser. Après émission du devis, un bon de commande devra être fourni. La réservation (1 à 5j max) du planning doit être réalisée au minimum 15j à l’avance.

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